El principal mecanismo de resistencia a betalactámicos en Enterobacterales es la producción de betalactamasas, enzimas que hidrolizan el anillo betalactámico impidiendo su actividad antibacteriana2,3. Atendiendo a su estructura molecular, se conocen cuatro grupos de betalactamasas (A, B, C yD)4. La actividad enzimática depende de un residuo de serina en las clases A, C yD, y de uno o dos iones de cinc en la claseB, por lo que estas últimas se denominan también metalobetalactamasas5. Por otra parte, las betalactamasas se pueden clasificar atendiendo a su capacidad para hidrolizar distintos sustratos y a su inhibición por diferentes compuestos en tres grupos funcionales: 1, 2 y 3 (tabla 1)6,7. Si se consideran aspectos clínicos, las enzimas de mayor interés en enterobacterias corresponden a tres grupos: BLEE, enzimas de claseC y carbapenemasas2,3.

Las BLEE son enzimas de claseA que degradan penicilinas, cefalosporinas (salvo cefamicinas) y monobactámicos; con frecuencia están codificadas por genes plasmídicos8. Habitualmente se inhiben por ácido clavulánico, tazobactam, sulbactam y nuevos inhibidores7 (fig. 1). Desde un punto de vista estructural hay un amplísimo número de familias, siendo TEM, SHV (relacionadas con una enzima cromosómica intrínseca —sin perfil BLEE— de Klebsiella pneumoniae) y CTX-M (en particular CTX-M-15 y CTX-M-14) las más importantes9,10. Entre otros, los clones de Escherichia coli con tipo de secuencia (ST) ST131 o de K.pneumoniae ST11 y ST405 están implicados en la diseminación mundial de CTX-M-1511-13.

Figura 1.

Klebsiella pneumoniae productora de betalactamasa de espectro extendido. En medio habitual (sin cloxacilina) se aprecia un menor diámetro de los halos de ceftazidima (CAZ) y cefotaxima (CTX) que de ambas cefalosporinas combinadas con ácido clavulánico (CCA y CTT, respectivamente). En medio con cloxacilina (que inhibiría la eventual presencia adicional de una betalactamasa —plasmídica en caso de K.pneumoniae— de claseC, no se observa un incremento de los halos, lo que descarta esa posibilidad.

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Las betalactamasas de la clase molecularC incluyen tanto enzimas AmpC codificadas por genes cromosómicos14 como variantes codificadas por plásmidos (cefamicinasas plasmídicas)15. Como norma, no se inhiben por ácido clavulánico (ni tazobactam, ni sulbactam) pero sí por nuevos inhibidores como avibactam16. En muchas especies (no así en E.coli) la producción de AmpC cromosómica está regulada por un complejo sistema de genes; en condiciones basales, hay una baja producción de AmpC (estado de represión), pero ciertos betalactámicos pueden inducir con mayor o menor eficacia la producción de la enzima, y cuando desaparece el compuesto, cesa dicha inducción16,17. Las mutaciones en genes reguladores17 pueden determinar que se produzca una alta producción de enzima incluso si no hay betalactámico inductor, por lo que las cepas correspondientes se denominan desreprimidas18. La mayoría de las cefamicinasas plamídicas se producen a alto nivel15. El nivel de resistencia del microorganismo a cada betalactámico depende de la cantidad de enzima (capacidad de inducción del betalactámico o estado de desrepresión enzimática) y de la resistencia de cada compuesto a la hidrólisis enzimática14. Las enzimas de claseC pueden degradar penicilinas y cefalosporinas como cefotaxima y ceftazidima, y aunque no hidrolizan los carbapenémicos de forma eficaz (salvo alguna excepción, como CMY-10 o ACT-28), cuando la enzima se hiperproduce en cepas con mecanismos adicionales (ver más adelante) puede alcanzarse un nivel de resistencia de importancia clínica19.

Las betalactamasas con actividad carbapenemasa de claseA tienen como principales representantes a las de la familia KPC, y en menor medida GES (no todas sus variantes tienen actividad carbapenemasa), SME, IMI y otras variantes20-22. Las KPC tienen distribución universal y, genéricamente, hidrolizan carbapenémicos, penicilinas, cefalosporinas y monobactámicos; no se inhiben con ácido clavulánico (de hecho, lo hidrolizan) pero sí por avibactam, vaborbactam y relebactam. Se conocen hasta ahora casi 100 variantes de KPC, varias de las cuales (p.ej., KPC-31) ocasionan resistencia a ceftazidima-avibactam pero no hidrolizan eficientemente los carbapenémicos, generando así un fenotipo similar al de las BLEE23 (fig. 2). El gen blaKPC forma parte del transposón Tn4401 (del que existen varias isoformas) y se vehicula por diversos plásmidos que también codifican genes de resistencia a otras familias de antimicrobianos. Se han identificado diversas especies de enterobacterias productoras de KPC, pero tienen especial importancia, por su frecuencia, los denominados clones de alto riesgo de K.pneumoniae ST258, ST14, ST15, ST307, etc.24.

Figura 2.

Klebsiella pneumoniae productora de KPC-31, resistente a ceftazidima-avibactam (CZA) y con una CMI de meropenem menor de la que correspondería a la carbapenemasa convencional relacionada KPC-3.

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Las betalactamasas de claseB, o metalobetalactamasas, degradan los carbapenémicos y otros compuestos (penicilinas, cefalosporinas, pero no monobactámicos) por un mecanismo dependiente de Zn2+. Estas enzimas no se inhiben con los inhibidores actualmente disponibles. Aunque sí se inhiben con EDTA (u otros quelantes), ello no tiene utilidad desde el punto de vista terapéutico25. De las diferentes familias conocidas, en enterobacterias tienen una amplia diseminación geográfica las NDM, de codificación plasmídica o cromosómica, en aislados de distintas especies (E.coli ST101 o ST131, K.pneumoniae…). También se han descrito cepas productoras de VIM, IMP u otras familias.

Las enzimas de claseD se conocen genéricamente como oxacilinasas porque hidrolizan in vitro este compuesto más eficientemente que las enzimas de las clasesA oC26,27. Estructuralmente, son un grupo heterogéneo de betalactamasas que pueden comportarse como penicilinasas, betalactamasas de espectro extendido y carbapenemasas. Salvo excepciones, no se inhiben con ácido clavulánico, tazobactam o sulbactam; algunas de ellas (p.ej., grupo de OXA-48) se inhiben con avibactam. En Enterobacterales, la carbapenemasa más relevante de entre las oxacilinasas es OXA-48, inicialmente identificada en K.pneumoniae en Turquía pero con amplia diseminación en la cuenca mediterránea y en otros países. Habitualmente, blaOXA-48 se asocia a un plásmido conjugativo y a variantes de Tn1999 encontrados en diferentes ST de K.pneumoniae y otras especies. Aunque OXA-48 tiene poca capacidad de hidrólisis de cefalosporinas de espectro expandido, muchas cepas con esta enzima suelen producir también CTX-M-15, por lo que presentan resistencia a dichos compuestos28. Se han otras descrito variantes relacionadas con OXA-48, como OXA-163 (con actividad frente a cefalosporinas de espectro expandido) u OXA-181.

Además de la producción de betalactamasas, la resistencia a betalactámicos en Enterobacterales se relaciona con otros mecanismos. La pérdida o la alteración estructural de las porinas (canales hidrófilos a través de los cuales los antimicrobianos alcanzan el interior de la bacteria) causan por sí mismas un pequeño incremento de resistencia que, en ausencia de otros mecanismos, tendría un limitado impacto clínico, pero que sí actúa sinérgicamente con ellos incrementando la resistencia. El impacto es mayor cuando se pierden en una misma cepa sus distintas porinas: muchos clones de K.pneumoniae productores de BLEE o de carbapenemasas carecen ya de la porina OmpK35, por lo que la pérdida adicional de la segunda porina principal (OmpK36) causa un marcado incremento de la resistencia29. La pérdida de porinas es también relevante en otras especies, como Enterobacterspp.19; curiosamente, en E.coli, aunque se conocen múltiples detalles del papel de las porinas en la resistencia en la cepa de laboratorio K-12, disponemos de menos información cuando se consideran aislamientos clínicos. Las bombas de expulsión activa, que eliminan betalactámicos una vez que estos han penetrado en la bacteria, también contribuyen al aumento de la resistencia, pero su papel en el caso de los betalactámicos de mayor interés clínico es menos relevante que en comparación con otros antimicrobianos o con el que juegan en otros microorganismos (como se detalla al tratar de P.aeruginosa)30. La combinación de pérdida de porinas, hiperproducción de la bomba AcrB y la hiperexpresión de KPC-2 se ha relacionado con la resistencia a la nueva combinación meropenem-vaborbactam.

A diferencia de lo que ocurre en bacterias grampositivas como Staphylococcus aureus o Streptococcus pneumoniae, el papel de las alteraciones de las proteínas fijadoras de penicilina (PBP, por sus iniciales en inglés) en la resistencia de los Enterobacterales a betalactámicos es pequeño, aunque algunos estudios han indicado el interés de mutaciones en la PBP-331.

La resistencia a quinolonas en Enterobacterales se relaciona con múltiples mecanismos. Tradicionalmente, se ha prestado especial atención a la resistencia derivada de alteraciones en las topoisomerasas de tipoII (topoisomerasaII o ADN girasa y topoisomerasaIV). Estas ocurren como consecuencia de mutaciones en la llamada «región determinante de resistencia a quinolonas» (QRDR, por sus iniciales en inglés) de los genes gyrA (ADN-girasa) y parC (topoisomerasaIV). Menos importantes son las mutaciones en gyrB o parE. Una mutación única en gyrA causa incremento de la resistencia a las quinolonas no fluoradas (ácido nalidíxico) y bajo nivel de resistencia a las fluoradas (fig. 3), pero el nivel de resistencia a esta últimas se incrementa de forma paralela al del número de nuevas mutaciones que ocurran en gyrA y parC32.

Figura 3.

Klebsiella pneumoniae con perfil de bajo nivel de resistencia a quinolonas. Obsérvese la resistencia a ácido nalidíxico (NAL) y la menor afectación de las quinolonas fluoradas, norfloxacino (NXN), levofloxacino (LVX) y ciprofloxacino (CIP).

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Las alteraciones en las porinas (como en el caso de los betalactámicos) contribuyen al aumento del nivel de resistencia a quinolonas. Se ha comprobado también que las modificaciones del lipopolisacárido guardan relación con resistencia a estos compuestos. En relación con las bombas de expulsión activa, son de especial interés las de la familia RND (resistencia-nodulación-división) que se integran estructuralmente en sistemas de tres proteínas: la propia bomba, un canal de expulsión en la membrana externa y una proteína acopladora de las otras dos. Los sistemas RND eliminan múltiples compuestos, entre ellos quinolonas. El ejemplo mejor estudiado es el de AcrA-AcrB-TolC, cuya expresión contribuye al (bajo) nivel basal de resistencia30; este sistema se puede hiperexpresar por mutaciones en otros genes reguladores (operón mar, acrR…), aumentado, en consecuencia, el nivel de resistencia. Algunos de estos reguladores (mar) son capaces de conducir simultáneamente a la pérdida de una porina y a la hiperproducción de la bomba de expulsión33. La gran mayoría de cepas de K.pneumoniae poseen los genes cromosómicos oqxAB, que codifican un mecanismo de expulsión activa de quinolonas hidrófilas y otros compuestos.

Se han identificado varias familias de proteínas Qnr34 codificadas por plásmidos que causan resistencia a quinolonas por un mecanismo de protección de la diana de estos compuestos (topoisomerasas). Incluso, en varias especies, se han identificado genes cromosómicos intrínsecos de tipo qnr. Tras el descubrimiento de Qnr, se han identificado otros mecanismos de resistencia plasmídica relacionados con la producción de la acetilasa AAC(6’)-Ib-cr, que afecta tanto a (algunas) quinolonas como a (algunos) aminoglucósidos o con la expresión QepA (bomba de expulsión activa). Estos mecanismos plasmídicos causan per se (muy) bajo nivel de resistencia, pero cuando se acumulan en la misma cepa o coinciden con mecanismos cromosómicos, el nivel sobrepasa los puntos de corte clínicos de resistencia35.

Los dos mecanismos fundamentales de resistencia a aminoglucósidos en Enterobacterales son la modificación enzimática de estos compuestos o la modificación de su diana36,37. También disponemos de información adicional sobre trastornos en la penetración en la bacteria o la eliminación activa por bombas de expulsión (AcrD)30.

Las enzimas modificadoras de aminoglucósidos se agrupan en tres grandes familias de nucleotidil (adenil)-transferasas, fosfo-transferasas o acetil-transferasas, con infinidad de variantes cada una, que transfieren a ciertas posiciones de las moléculas de aminoglucósidos AMP, fosfato o acetil-coenzimaA, respectivamente, anulando su efecto antibacteriano36.

Cada enzima concreta afecta a ciertos aminoglucósidos, pero no a otros. Además, un mismo microorganismo puede producir múltiples enzimas de igual o diferente familia, por lo que los fenotipos de resistencia son difíciles de correlacionar con proteínas (genes) singulares. Para mayor complejidad, hay dos sistemas diferentes de nomenclatura de estas enzimas (para las proteínas y para sus genes). Las enzimas más frecuentemente halladas en Enterobacterales (la mayoría de estudios se refieren a E.coli y K.pneumoniae multirresistentes) suelen ser AAC(3)-IIa, AAC(3)-IVa, AAC(6’)-Ib (con variantes que afectan a las quinolonas, como se ha reseñado antes), ANT(2”)-Ia, APH (3’)-Ia, APH(3’)-IIa, APH(3”)-Ib, ANT(2”)-Ia y ANT(3”)-Ia; debe tenerse en cuenta, en todo caso, que ciertas enzimas afectan a compuestos que, en la actualidad, tienen escaso interés clínico (p.ej., ANT3”-Ia afecta solamente a estreptomicina y espectinomicina)36. El nuevo compuesto plazomicina escapa a la práctica totalidad de este tipo de enzimas modificadoras38.

La modificación ribosómica como causa de resistencia a aminoglucósidos puede deberse a alteraciones en las proteínas del ribosoma o —más importante por su frecuencia— a la modificación de sitios específicos en el 16SrRNA por metil-transferasas (metilasas) de codificación plasmídica37. Hay dos grandes familias de estas metilasas: N7-G1405 (ArmA y variantes de Rmt) y N1-A1408 (NmpA). Las dos familias inactivan los aminoglucósidos de interés clínico (gentamicina, tobramicina, amikacina, e incluso plazomicina), ocasionando resistencia de alto nivel, y se diferencian entre sí por inactivar o no otros compuestos que raramente se usan en la práctica clínica actual. Mucha de la información disponible sobre este mecanismo de resistencia se refiere al estudio de cepas multirresistentes; en España, recientemente, se ha comprobado que el 5,1% de enterobacterias productoras de carbapenemasa (principalmente, K.pneumoniae, E.cloacae) producen metilasas, en particular RmtF39.

Varias de las enterobacterias más frecuentemente aisladas en muestras clínicas presentan resistencia intrínseca a polimixinas, incluyendo Proteusspp., Morganella, Providenciaspp., Serratiamarcescens y Hafnia alvei.

Otras especies pueden desarrollar resistencia adquirida por diversos mecanismos, de los que el más importante es la modificación del lipopolisacárido (LPS) por la adición de diversas moléculas, más frecuentemente 4-amino-4-deoxi-L-arabinosa o galactosamina (mediada por genes cromosómicos) o fosfoetanolamina (por genes cromosómicos, o por los recientemente descubiertos genes plasmídicos de tipo mcr)40-42. Tras esta modificación, la carga negativa neta del LPS disminuye, con lo que se dificulta la interacción de las polimixinas con la bacteria. La importancia comparativa de otros mecanismos, como la producción de cápsula o bombas de expulsión activa, es secundaria.

Los genes cromosómicos que añaden los compuestos indicados se activan como consecuencia de mutaciones en sistemas de doble componente (constituidos por una proteína histidina-quinasa transmembrana sensora que se autofosforila en determinadas condiciones, y otra proteína citoplásmica que, cuando se fosforila, modula la expresión de distintos genes). Entre estos sistemas se incluyen PhoP-PhoQ, PmrA-PmrB y CrrA-CrrB40-42. En K.pneumoniae, las mutaciones de MgrB (una pequeña proteína transmembrana que en condiciones normales regula negativamente la actividad quinasa del sistema PhoP/PhoQ) son una de las principales causas de resistencia a polimixinas43.

La familia de genes plasmídicos mcr codifica transferasas de fosfoetanolamina que modifican el LPS de forma análoga a como hacen otros genes cromosómicos. Su expresión no siempre se traduce en niveles que sobrepasan el punto de corte clínico de resistencia41.

S.maltophilia presenta un fenotipo intrínseco de multirresistencia que está relacionado con la baja permeabilidad de su membrana externa debido a su bajo número de porinas78 y a la presencia de una bomba de expulsión SmeDEF, que afecta a betalactámicos, a quinolonas y a aminoglucósidos79. Además, es naturalmente resistente a los aminoglucósidos, debido a la presencia de una acetiltransferasa cromosómica, AAC(6’)-Iz80. También produce dos betalactamasas cromosómicas inducibles: la carbapenemasa L1, que confiere resistencia intrínseca a todos los carbapenémicos, y una cefalosporinasa L2, que, además, hidroliza aztreonam78.

Las fluoroquinolonas, y en particular el levofloxacino, son activas a pesar de la expresión a bajo nivel de una proteína Qnr codificada a nivel cromosómico. La resistencia de alto nivel a las fluoroquinolonas puede aparecer por la selección de mutantes con una mayor expresión del gen smQnr o de la bomba de expulsión SmeDEF81.

Aunque S.maltophilia es muy sensible a la combinación trimetoprim-sulfametoxazol, la resistencia a la combinación puede aparecer por la adquisición de genes sul y dfrA, vehiculizados por plásmidos e integrones de clase1, que codifican dihidropteroato sintetasas con actividad sobre las sulfonamidas82.